（三）气管及颈部血管神经分离术
1、气管暴露术：用手术刀沿颈部正中线从甲状软骨处向下靠近胸骨上缘作一切口（兔长约4～6cm，狗的长约10cm）。切开皮肤后，以气管为标志从正中线用剪刀剪开筋膜，用止血钳钝性分离正中的肌群即可暴露气管，分离食道与气管，在气管下穿过一条棉线备用。
2、颈总动脉分离术：正中切开皮肤及皮下筋膜，暴露肌肉。将肌肉层与皮下组织分开。此时清楚可见在颈中部位有两层肌肉。一层与气管平行，覆于气管上，为胸骨舌骨肌。其上又有一层肌肉呈V字形走行向左右两侧分开。此层为胸锁乳突肌。用镊子轻轻夹住一侧的胸锁乳突肌，用止血钳在两层肌肉的交接处（即V形沟内）将它分开（注意，切勿在肌肉中分，以防出血）。在沟底部即可见到有搏动的颈总动脉鞘。用眼科镊子（或纹式止血钳）细心剥开鞘膜，避开鞘膜内神经，分离出长约3-4cm的颈总动脉，在其下穿两根细线备用。
3、颈部迷走、交感、减压神经分离术：于家兔颈部，在找到颈动脉鞘以后，将颈总动脉附近的结缔组织薄膜镊住，并轻拉向外侧使薄膜张开，即可见薄膜上数条神经，根据各条神经的形态、位置和走向等特点来辨认。迷走神经最粗，外观最白，位于颈总动脉外侧，易于识别。交感神经比迷走神经细，位于颈总动脉的内侧，呈浅灰色；减压神经细如头发，位于迷走神经和交感神经之间，在家兔为一独立的神经，沿交感神经外侧后行走，但在人、狗此神经并不单独行走，而是行走于迷走、交感干或迷走神经中。将神经细心分离出2-3cm长即可，然后各穿细线备用。
4、颈外静脉暴露术 颈外静脉浅，位于颈部皮下，其属支外腭静脉和内腭静脉，颈部正中切口后，用手指从皮肤外将一侧部组织顶起，在胸锁突乳肌外缘，即可见很粗而明显的颈外静脉。仔细分离长约3-4cm的颈外静脉，穿两线备用。
(四) 气管及颈部血管插管术
在前述分离术的基础上，按需要选作下列插管术。
1、气管插管术：暴露气管后在甲状软骨下1-2cm处，于两软骨环之间，剪开气管口径之半，再用剪刀沿正中线向头端剪开气管约0.5-1cm，使气管切口呈倒“T”形。用镊子夹住T形切口的一角，将适当口径的气管套管由切口向肺方向插入气管腔内，用准备好的棉线扎紧，再将结扎线固定于“Y”形气管插管分叉处，以防气管套管脱出。
2、颈总动脉插管术：颈总动脉主要用于测量颈动脉压。为此，在插管前需使动物肝素化，并将口径适宜的充满抗凝液体（也可用生理盐水）的动脉插管（也可用塑料管）准备好。用动脉夹住血管的近心端，将准备好的两根线中的一根结扎血管的远心端，另一根置于动脉夹与结扎点之间备用。插管时以左手拇指及中指拉住离心端结扎线头，食指从血管背后轻扶血管。右手持锐利的眼科剪，使与血管呈45度角，在紧靠离心端结扎线处向心一剪，
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剪开动脉壁之周径1/3左右（若重复数剪易造成切缘不齐，当插管时易造成动脉内膜内卷或插入层间而失败），然后持动脉插管，以其尖端斜面与动脉平行地向心方向插入动脉内，用备好的细线扎紧。最后将动脉插管作适当固定，以保证测压时血液进出插管之通畅。
3、颈外静脉插管术：颈外静脉可用于注射、输液和中心静脉压之测量。血管插管插入方法与颈总动脉相似，现将用于中心静脉压测量的插管方法作一简介：
在插管前先将兔肝素化，并将联接静脉压检测装置的细塑料管导管充盈含肝素之生理盐水。在导管上作一长5-8cm的记号，导管准备好后，先将静脉远心端结扎，靠近结扎点的向心端作一剪口，将导管插入剪口，然后一边拉结扎线头使颈外静脉与颈矢状面、冠状面各呈45度角，一边轻柔地向心端缓慢插入，遇有阻抗即退回改变角度重插，切不可硬插（易插破静脉进入胸腔）一般达导管上记号为止，此时可达右心房入口处。若导管插管成功，则可见静脉压检压计水面漂浮于中心静脉压数值附近随呼吸而上下波动。 二、 兔、狗股部手术
股部手术目的在于分离股神经、股动、静脉及进行股动、静脉插管，以备放血、输血输液、注射药物等用。现以兔为例其基本步骤如下： （一）动物背位固定于兔台上，腹股沟部剪毛。
（二）用手指触摸股动脉搏动，辨明动脉走向，在该处作局部麻醉并作方向一致长约4-5cm的切口。用止血钳小心分离肌肉及深部筋膜，便清楚地暴露出股三角区。股三角区上界为鼠蹊韧带，内界为缝匠肌，外界为内收长肌。肌动脉及神经即由此三角区通过。股神经位于外侧，股静脉位于内侧，肌动脉位于中间偏后。
（三）用止血钳细心将股神经首先分出，然后分离股动、静脉间的结缔组织，清楚地暴露股静脉，如作插管可分离出一段静脉（约2-2.5cm）。穿两根细线备用。再仔细分离股动脉，将股动脉与其部的组织分离开，长约2-2.5cm。切勿伤及股动脉分支。动脉下方穿两根细线备用。
（四）在动物行肝素化后作股动、静脉插管。狗的血管粗大，插管较易。家兔血管细，插管较难；因此要细致耐心和掌握要领。
1、股动脉插管术：于肌动脉近心端用动脉夹夹住，远心端用细线结扎，牵引此线在贴近远心端结扎处剪开血管向心插入动脉套针或塑料管，结扎固定后备放血或注射用。
2、股静脉插管术：股静脉插管术，除不需用动脉夹外，基本与股动脉插管相同。但因静脉于远心端结扎后静脉塌陷呈细线状，较难插管，因此可试用静脉充盈插管法。即：在股静脉近心端用血管夹夹住（也可用线提起），活动肢体使股静脉充盈，股静脉远心端结扎线打一活扣，待手术者剪口插入套针后，再由助手迅速结扎紧。
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第七节 实验动物的急救措施
当实验进行中因麻醉过量、大失血、过强的创伤、窒息等各种原因，而使动物血压急剧下降甚至测不到、呼吸极慢而无规则甚至呼吸停止、角膜反射消失等临床死亡症状时，应立即进行急救。急救的方法可根据动物情况而定。对狗、兔、猫常用的急救措施有下面几种。 1、针刺
针刺人中穴对挽救家兔效果较好。对狗用每分钟几百次频率的脉冲电刺激膈神经效果较好。 2、注射强心剂
可以静脉注射0.1%肾上腺素1ml，必要时直接作心脏内注射。肾上腺素具有增强心肌收缩力，使心肌收缩幅度增大与加速房室传导速度、扩张冠状动脉、增强心肌供血、供氧及改善心肌代谢、刺激高位及低位心脏起搏点等作用。
当动物注射肾上腺素后，如心脏已搏动但极为无力时，可从静脉或心腔内注射1%氯化钙5ml。钙离子可使心肌收缩加强，血压上升。 3、注射呼吸中枢兴奋药
可从静脉注射山梗菜碱或尼可刹米。给药剂量和药理作用如下：
尼可刹米：每只动物一次注25%1ml。此药可直接兴奋延髓呼吸中枢，使呼吸加速加深；对血管运动中枢的兴奋作用较弱。在动物抑制情况下作用更明显。
山梗菜碱：每只动物一次可注入1%0.5ml。此药可刺激颈动脉体的化学感受器，反射性地兴奋呼吸中枢；同时此药对呼吸中枢还有轻微的直接兴奋作用。作为呼吸兴奋药，它比其他药作用迅速而显著。呼吸可迅速加深加快，血压亦同时升高。
4、动脉快速注射高渗葡萄糖液
一般常采用经动物股动脉逆血流加压、快速、冲击式的注入40%葡萄糖溶液。注射量根据动物而定，如狗可按2-3ml/kg体重计算。这样可刺激动物血管内感受器，反射性地引起血压呼吸的改善。 5、动脉快速输血、输液
在作失血性休克或死亡复活等实验时采用。可在动物股动脉插一软塑料套管，连接加压输液装置（血压计连接输液瓶上口，下口通过胶皮管连接塑
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料套管）。当动物发生临床死亡时，即可加压（180-2000mmHg）快速从股动脉输血和低分子右旋糖酐。如实验前动物曾用肝素抗凝，由于微循环血管中始终保持通畅，不出现血管中血液凝固现象，因此就是动物出现临床死亡后数分钟，采用此种急救措施仍易救活。 6、人工呼吸
可采用双手压迫动物胸廓进行人工呼吸。如有电动人工呼吸器，可行气管插管后，再连接人工呼吸器进行人工呼吸。一旦见到动物自动呼吸恢复，即可停止人工呼吸。
有条件时，当动物呼吸停止，而心搏极弱或刚停止时，可用5%CO2和60%O2的混合气体进行人工呼吸，效果更好。
采用人工呼吸器时，应调整其容量：大鼠为50次/分钟，每次8ml/kg(即400ml/kg/分钟)；兔和猫为30次/分钟，每次10ml/kg（即300ml/kg/分钟）；犬为20次/分钟，每次100ml/kg(即2000ml/kg/分钟)。
第八节 实验动物的处死方法
一、蛙类
常用金属探针插入枕骨大孔，破坏脑脊椎的方法处死。将蛙用湿布包住，露出头部，左手执蛙，并且用食指按压其头部前端，拇指按压背部，使头前俯；右手持金属探针由头前端沿线向尾方刺触，触及凹陷处即枕骨大孔所在。将探针由凹陷处垂直刺入，刺破皮肤即入枕骨大孔。这时将探针尖端转向头方，向前探入颅腔，然后向各方搅动，以捣毁脑组织，如探针确在颅腔内，实验者可觉出针在四面皆壁的腔内。脑组织捣毁后，将探针退出，再由枕骨大孔刺入，并转向尾方，与脊柱平行刺入椎管，以破坏脊髓。脑和脊髓是否被完全破坏，可检查动物四肢肌肉的紧张性是否完全消失。拔出探针后，用一小干棉球将针孔堵住，以防止其出血。
操作过程中要防止毒腺分泌物射入实验者眼内。如被射入时，即需立即用生理盐水冲洗眼睛。 二、大鼠和小鼠 1、脊椎脱臼法
右手抓住鼠尾用力向后拉，同时左手拇指与食指用力向下按住鼠头，将脊髓与脑髓拉断，鼠便立即死亡。 2、断头法
实验者戴上棉纱手套，用右手握住大鼠头部，左手握住背部，露出颈部，助手用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉。小鼠处死法相同。
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3、击打法
右手抓住鼠尾，提起，用力摔击其头部，鼠痉挛后立即死亡。用小木锤用力击打鼠头部也可致死。 4、急性大失血法
可采用鼠眼眶动脉和静脉急性大量失血方法使鼠立即死亡。 5、化学致死法
吸入一氧化碳，大、小鼠在一氧化碳浓度为0.2-0.5%环境中即可致死。 皮下注射士的宁，吸入乙醚、氯仿，均可致死。士的宁注射量，小鼠为0.76～2.0mg/kg体重，大鼠3.0-3.5ml/kg体重。氯化钾处死大鼠剂量：25%溶液0.6ml/只静脉注入。 三、 狗、猫、兔、豚鼠 （一）空气栓塞法
向动物静脉内注入一定量的空气，使之发生栓塞而死。当空气注入静脉后，可在右心随着心脏的跳动使空气与血液相混致血液成泡沫状，随血液循环到全身。如进入肺动脉，可阻梗其分支，进入心脏冠状动脉，造成冠状动脉阻塞，发生严重的血液循环障碍，动物很快致死。一般兔、猫等静脉内注入20-40ml空气即可致死。每条狗由前肢或后肢皮下静脉注入80～150ml空气，可很快致死。 （二）急性失血法
先使动物轻度麻醉，如狗可按每公斤体重静脉注射硫喷妥纳20-30mg，动物即很快入睡。暴露股三角区，用锋利的杀狗刀在股三角区作一个约10cm的横切口，把股动、静脉全切断，立即喷出血液。用一块湿纱布不断擦去股动脉切口周围处的血液和血凝块，同时不断的用自来水冲洗流血，使股动脉切口处保持畅通，动物3～5分钟内即可致死。采用此种方法，动物十分安静，对脏器无损伤，对活杀采集病理切片标本是一种较好的方法。 （三）破坏延脑法
如果急性实验后，脑已暴露，可用器具将延髓破坏，导致动物死亡。对家兔也可用木锤用力锤击其后脑部，损坏延脑，造成死亡。 （四）开放性气胸法
将动物开胸，造成开放性气胸。这时胸膜腔的压力与大气压力相等，肺脏因受大气压缩发生肺萎陷，纵隔摆动，动物窒息而死。 （五）化学药物致死法
静脉内注入一定量的氯化钾溶液，使动物心肌失去收缩能力，心脏急性扩张，致心脏驰缓性停跳而死亡。每条成年兔由兔耳缘静脉注入10％氯化钾溶液5～10ml；每条成年狗由狗前肢或后肢下静脉注入20～30ml，即可致死。
静脉内注入一定量的福尔马林溶液，使血液内蛋白凝固，动物由于全身血液循环严重障碍和缺氧而死。每条成年狗静脉注入10%福尔马林溶液
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药理实验方法学
